. کانالهاي يوني شامل نواحي داخل سلولي براي فسفوريلاسيون هستند 4 ناحيه فسفوريلاسيون براي کانالهاي سديمي شناسايي شده که فسفوريله شدن اين نواحي منجر به تعديل عملکرد کانالهاي سديمي ميشود. تيمارشدن نورونها توسط فعالکننده PKA (forskolin)، منجر به کاهش احتمال باز شدن کانالهاي سديمي و در نتيجه کاهش جريان سديمي ميشود (Li et al., 1992). با اين حال گزارشاتي مبني بر افزايش جريان سديمي توسط PKA نيز وجود دارد (Iskander et al., 1995). فسفوريلاسيون کانالهاي کلسيمي وابسته به ولتاژ به وسيله PKA سبب افزايش احتمال باز شدن کانال از طريق کاهش آستانه باز شدن کانال و در نتيجه افزايش جريان کلسيمي ميشود (Sculptoreanu et al., 1993). به دليل تنوع زياد کانالهاي پتاسيمي PKA هم داراي اثر مهاري و هم تحريکي بر اين کانالها ميباشد. Bastin و همکارانش در سال 1999 گزارش کردند که PKA از طريق فسفوريلاسيون کانالهاي پتاسيمي وابسته به کلسيم منجر به کاهش ميزان جريانهاي پتاسيمي در لنفوسيتهاي T ميشود.
خانواده PKC در مسيرهاي انتقال سيگنال شرکت ميکنند و اثرات بسياري از محرکهاي خارج سلولي مانند فاکتورهاي رشد، هورمونها و داروها را تعديل ميکنند و هيدروليز ليپيدها را افزايش ميدهند (Jenny, et al., 2005). اين آنزيم براي فعاليت خود به ديآسيلگليسرول و در برخي موارد کلسيم نياز دارد. ديآسيلگليسرول در نتيجهي هيدروليز برخي ليپيدها ايجاد ميشود. فعاليت رسپتورهاي متابوتروپيک گلوتامات نوع يک قادر به فعالسازي فسفوليپازC و در نتيجه توليد اينوزيتولتريفسفات و دي آسيلگليسرول به واسطهي هيدروليز فسفاتيديلاينوزيتول ميباشد (Hermans and Challiss, 2001). اين آنزيم داراي چهار دمين (C1-C4) ميباشد. C1 حاوي موتيفهاي لازم براي اتصال به ديآسيلگليسرول، C2 داراي نواحي شناختهشده براي اتصال ليپيدهاي اسيدي و در بعضي موارد کلسيم و C3 و C4 نواحي متصلشونده به ATP وسوبسترا را تشکيل ميدهند. برخي از اين کينازها به دليل فقدان C2 غير وابسته به کلسيم ميباشند (Koya and L. King, 1998). شواهد نشان ميدهد که در غلظتهاي پايين دياسيلگليسرول يا PKC کانالهاي سديمي آهستهتر غيرفعال ميشود در حالي که در غلظتهاي بالا ميزان جريانهاي سديمي کاهش مييابد (Numann, et al., 1999). تعديل کانالهاي کلسيمي توسط PKC منجر به افزايش ميزان جريان کلسيمي ميشود (Chang et al., 1991). اثر PKC بر کانالهاي پتاسيمي بسته به نوع کانال ميتواند مهاري يا تحريکي باشد (Iskander et al., 1995).

1-6) نيتريک اکسيد، تعديل کننده عملکرد نورون

مطالعات اوليه در مورد سيگنالهاي ميانجي شونده با نيتريکاکسيد52(NO) نشان ميدهد که اين گاز با اثر بر گوانيليل سيکلاز محلول 53(SGC) سبب تحريک فعاليت آن ميشود. به دنبال آن سطح گوانوزين مونوفسفات حلقوي (cGMP)54 افزايش مييابد که ميتواند بر روي پلاستيسيتي سيناپسي، استراحت ماهيچه صاف، ترشح نوروني و انتقال عصبي اثرگذار باشد .(Uretsky, et al., 2005)
SGC يک آنزيم محتوي هِم سيتوزولي است که سبب تبديل گوانوزين تري فسفات(GTP)55 به cGMP ميشود. SGC با اتصال NO به بخش هِم56 آن فعال ميشود و سبب افزايش غلظت درون سلولي cGMP ميشود. مهمترين اثر cGMP، بر روي پروتئينکيناز G57 و کانالهاي دريچهدار وابسته به نوکلئوتيد حلقوي است. بدين وسيله NO اثرش را بر روي ماهيچه صاف و انتقال عصبي اعمال ميکند (Krumenacker, et al., .2004).
نيتريك اكسيد يك مولكول فعال زيستي است كه فعاليتهاي متنوعي را در سيستمهاي زنده اعمال ميكند. در پستانداران به عنوان يك پيامبر اصلي در قلب و عروق، سيستم ايمني و عصبي شناخته شده و نقشهاي تنظيمي، سيگنالي، حفاظتي و سمي را در سلول اعمال ميكند (Wang, et al., 2006; Beligni and and Lamattina, 2001).
NO يك مولكول گازي ليپوفيل (lipophilic gas) بدون بار(Bartha, et al., 2005) و يك گونه واكنشپذير نيتروژن محسوب مي شود (Beligni and Lamattina, 2001). وضعيت شيميايي NOبه اثر متقابل سه گونه ردوكس اشاره دارد: راديكال نيتريك اكسيد (NO•)، كاتيون نيتروزونيوم(NO+) ، و آنيون نيتروكسيل .(NO-) در كل راديكال NO• به شدت مستعد اكسيداسيون و احياء است (Wendehenne, et al., 2001).
بسياري از اعمال تأثيرگذارNO مربوط به ميل تركيبي شديد آن به Fe است، مانند اثر روي پروتئينهاي تنظيمي آهن .(Wattsr, et al., 2003)

1-6-1) مسير متابوليکي توليد نيتريک اکسيد
در حضور اکسيژن، N-متيل-D-آسپارتات58 و کوفاکتوري مانند فلاوين مونونوکلئوتيد59، فلاوينآدنيندينوکلئوتيد60 هِم و تتراهيدرو بيوپترين61، آنزيم سنتزکننده نيتريکاکسيد (NOS) با اکسيداسيون نيتروژن گوانيليل انتهاي آمينو اسيد L-آرژنين62، آن را به فرم L-سيترولين63 و NO کاتاليز ميکند(Bredt, et al., .1999)
NO به راحتي درون سلول انتشار مييابد و يا از غشاي سلولي عبور ميکند و هم به صورت اتو کراين و هم پاراکراين عمل ميکند.
حال اينکه گاهي اوقات در سلول NO ميتواند به طور مستقيم به وسيله سديم نيتروپروسايد نيز توليدشود. سديم نيتروپروسايد(SNP) ، Na2[Fe(CN)5NO] يك تركيب رهاكننده نيتريكاكسيد است كه در حالت محلول بشدت به نور حساس بوده، تجزيه آن توسط اكسيژن و دماي زياد تسريع مي شود (Wieczorek, et al., 2006). رهاسازي NO از.دهنده، نيازمند تابش نور يا احياي آن توسط عوامل كاهنده ،مثل: اسيدآسكوربيك، تيوها و هموپروتئينها، مانند (NADPH, NADH) است .(Wieczorek, et al., 2006)

1-7) دلايل استفاده از نورونهاي حلزون

در تحقيقات انجام شده روي الگوي فعاليت صرعي و روشهاي درمان آن از مدلهاي حيواني مختلف استفاده شده است. با اين حال مکانيسمهاي اساسي ايجادکننده الگوي فعاليت صرعي در نمونههاي جانوري مختلف مشابه است. از طرفي نتايج تحقيقات مختلف نشان دادهاست که الگوي فعاليت صرعي ايجاد شده در نورونهاي حلزون با الگوي فعاليت ثبت شده در سيستم عصبي مهرهداران از جمله انسان شباهت دارد (Janahmadi et al., 2008).
مزاياي تکنيکي متعدد نورونهاي گانگليون بيمهرگان در مقايسه با نورونهاي مهرهداران از جمله، وجود نورونهاي بزرگ قابل تشخيص و امکان مطالعه گانگليون در شرايط in vitro بدون تغيير در ويژگيهاي ساختماني و عملکردي باعث شده تا اين نورونها در موارد متعددي جهت مطالعه مکانيسمهاي پايه سيستم عصبي مورد استفاده قرار گيرند. نرم‌تنان بزرگترين نورون‌ها را در سلسله جانوران دارند و اندازه بزرگ نورون‌هايشان، شناسايي و ورود الکترود به سلول را تسهيل مي‌کند و از طرفي خونسرد بودن اين رده جانوري، مشکلات نگهداري آن‌ها را در شرايط in vitro کاهش مي‌دهد. اين عوامل باعث شدند بسياري از مطالعات اوليه الکتروفيزيولوژيک براي نخستين بار روي نورون‌هاي نرم‌تنان انجام شوند (Hodgkin and Hoxley, 1939; .1952).
در مقايسه با نمونههاي بي مهره، مطالعه مکانيسم‌هاي سلولي و مولکولي در نورون‌هاي پستانداران اغلب مستلزم مراحل آماده‌سازي است که ممکن است همراه با تغييراتي در سازمانبندي کلي نورون‌ها باشد. بعلاوه اندازه بسيار کوچک نورون‌ها و نياز به شرايطي با حداقل تغييرات نسبت به شرايط in vivo، انجام ثبت داخل سلولي را مشکل مي‌سازد. عملکرد سيستم عصبي بي‌مهرگان و مهره‌داران از جهات بسياري شبيه ميباشد، از جمله داشتن گيرنده‌هاي حسي، شبکه عصبي مرکزي، خروجي‌هاي حرکتي و مجموعه‌اي از ناقل‌هاي عصبي، مسيرهاي انتقال سيگنال و انواع کانال‌هاي يوني مشابه (Altrup et al., 1992). بنا به دلايل ذکر شده استفاده از گانگليون حلزون در مطالعات الکتروفيزيولوژيک مرتبط با تحريکپذيري و فعاليت صرعي به نظر معقول و مفيد ميرسد.

فصل دوم

مروري بر تحقيقات پيشين

2-1) ترکيبات اسانس‌ها و عملکرد آن‌ها روي سيستم عصبي مرکزي و محيطي

در جستجو براي کشف منابع جديد مولکول‌هاي طبيعي که رفتار کانال‌هاي يوني را تعديل مي‌کنند، اسانس‌هاي گياهي هم نويدبخش‌اند و هم چالش برانگيز. برخي از ترکيبات با منشاء گياهي براي قرنها در درمان صرع مورد استفاده بوده و کارايي خود را در تحقيقات تجربي به اثبات رسانده اند (Sayyah et al., 2002, de Almeida, 2009). از طرفي گزارشهايي وجود دارد که نشان ميدهد عصاره و اسانس روغني برخي گياهان داراي اثرات صرعزايي بارزي هستند که نشاندهنده خطرات بالقوه در گياه درماني است. پيشنهاد شده که اين ترکيبات داراي اثرات فارماکولوژيک مختلفي روي سيستم عصبي مي‌باشند. اگرچه بيشتر مطالعات منتشر شده، نقل قول عموم در مورد استفاده از اين ترکيبات براي درمان اختلالات سيستم عصبي است اما فقط تعداد کمي از مطالعات فعاليت و اثرات سمي ترکيب اصلي آن‌ها را روي سيستم عصبي توصيف کرده است. در تعداد معدودتري از مطالعات بر تاثيرخاص برخي ترکيبات از جمله مونوترپنها متمرکزند که در تعداد قابل توجهي از فراوردههاي گياهي موثر بر صرع حضور دارند. در ادامه به بررسي اجمالي تعدادي از ترکيبات گياهي و اثرات بيولوژيک آن‌ها مي‌پردازيم.
اوکاليپتول سبب تغيير فعاليت نورونهاي بويايي ميشود اين ترکيب با اتصال به رسپتورهاي خود در سيستم بويايي سبب فعال شدن G-پروتئين و تحريک آدنيليل سيکلاز و به دنبال آن ايجاد cAMP ميشود که cAMP سپس سبب باز شدن کانالهاي کاتيوني CNG و در نتيجه سبب دپلاريزاسيون نورون ميشود (Kurahashi and Ya, 1994; firestein et al., 2001).
Ferreira-da-silva در سال 2009 اثرات اوکاليپتول بر فعاليت نورونهاي کانگليون گردني فوقاني64 موشهاي صحرايي مورد مطالعه قرار دادند. آنها گزارش کردند که اوکاليپتول درغلظتهاي 3 و 6 ميلي مولار از طريق القاي دپلاريزاسيون و در نتيجه غير فعال سازي کانالهاي سديمي سبب کاهش تحريکپذيري در اين نورونها ميشود زيرا تزريق جريانهاي منفي داخل سلولي سبب بازگشت امواج پتانسيل عمل ميشد. القاي دپلاريزاسيون ممکن است از طريق هدايت جريانهاي کاتيوني رو به داخل صورت گيرد. به اوکاليپتول خواص صرعزا نيز نسبت داده شده است (Bakkali et al., 2008). ?uli? و همکاران در سال 2009 بيان کردند که تزريق درون صفاقي اوکاليپتول در دوزهاي 300-500 ميکروليتر بر کيلوگرم سبب القاي تشنجات صرعي در موشهاي صحرايي نر ميشود. زراعت پيشه در سال 2013 بيان کرد که اثرات تحريکي و صرعزايي اکاليپتول در غلظتهاي 3و5 ميلي مولار از تعديل فعاليت کانال‌هاي يوني بويژه کانال‌هاي پتاسيمي جبران کننده تاخيري و A-type، کانال‌هاي کلسيمي وابسته به ولتاژ و کانالهاي پتاسيمي حساس به کلسيم ناشي مي-شود.
Lee و همکاران در سال 2005 گزارش کردند که اوجنول جريانهاي کلسيمي فعال شونده در ولتاژهاي بالا (HVA) و همچنين جريانهاي کلسيمي N-type را مهار ميکند. از طرفي Altier و Zamponi در سال 2004 بيان کردند که کانالهاي N-type ميانجي کنندهي سيگنالينگ درد در نورونهاي حسي ميباشد. بنابراين ممکن است مهار کانالهاي مذکور در اثرات ضددردي اوجنول مشارکت داشته باشند. مشخص شده اوجنول يک اثر ضدصرعي وابسته به زمان و غلظت مورد استفاده دارد (Sayyah et al., 2004). همچنين در سال 2012 خليلي نشان داد که بکارگيري غلظتهاي بالاي اوجنول (2 و 5/2 ميلي مولار) منجر به بروز الگوي صرعي ميشوند. در واقع غلظتهاي پايين اوجنول باعث کاهش فعاليت نوروني و نيز مهار فعاليت صرعي القاء شده با PTZ شده در حاليکه غلظتهاي بالاتر آن اثر تحريکي داشته و حتي منجر به بروز الگوي burst ميشود.
شواهد حاکي از آن است که منتول مي‌تواند روي سيستم عصبي مرکزي تاثير

دسته بندی : No category

دیدگاهتان را بنویسید